Les SAR sont des systèmes de production aquatique complexes qui impliquent une gamme d’interactions physiques, chimiques et biologiques (Timmons et Ebeling, 2010). Il est essentiel de comprendre ces interactions et les relations entre les poissons dans le système et l’équipement utilisé pour prédire tout changement dans la qualité de l’eau et le rendement du système. Il existe plus de 40 paramètres de qualité de l’eau qui peuvent être utilisés pour déterminer la qualité de l’eau en aquaculture (Timmons et Ebeling, 2010). Parmi ceux-ci, seuls quelques-uns (tels que décrits aux sect. [3.2.1](#321 -oxygène-dissous), [3.2.2](#322 -ammoniac), [3.2.3](#323 -biosolides), [3.2.4](#324 -dioxyde-carbone-cosub2sub), [3.2.5](#325 -total-gaz-pressure-tgp), [3.2.6](#326 -nitrate) et [3.2.7](#327 -alcalinité)) sont traditionnellement contrôlés dans la recirculation principale , étant donné que ces processus peuvent affecter rapidement la survie des poissons et sont susceptibles de changer avec l’ajout d’aliments au système. De nombreux autres paramètres de la qualité de l’eau ne sont normalement pas surveillés ou contrôlés parce que (1) l’analyse de la qualité de l’eau peut être coûteuse, (2) le polluant à analyser peut être dilué avec un échange quotidien d’eau, (3) les sources d’eau potentielles qui les contiennent sont exclues pour utilisation ou (4) parce que leur potentiel négatif effets n’ont pas été observés dans la pratique. Par conséquent, les paramètres suivants de la qualité de l’eau sont normalement surveillés dans le SRA.

3.2.1 Oxygène dissous (OD)

L’oxygène dissous (OD) est généralement le paramètre de qualité de l’eau le plus important dans les systèmes aquatiques intensifs, car de faibles concentrations d’OD peuvent rapidement entraîner un stress élevé chez les poissons, un dysfonctionnement du biofiltre nitrifiant et, en fait, des pertes importantes de poissons. Généralement, les densités d’ensemencement, l’ajout d’aliments, la température et la tolérance des espèces de poissons à l’hypoxie déterminent les besoins en oxygène d’un système. Comme l’oxygène peut être transféré dans l’eau à des concentrations supérieures à sa concentration de saturation dans des conditions atmosphériques (c’est ce qu’on appelle la sursaturation), il existe une gamme de dispositifs et de conceptions pour s’assurer que les poissons reçoivent suffisamment d’oxygène.

Dans le RAS, l’OD peut être contrôlé par aération, addition d’oxygène pur, ou une combinaison de ceux-ci. Étant donné que l’aération n’est capable que d’élever les concentrations d’OD jusqu’au point de saturation atmosphérique, la technique est généralement réservée aux systèmes peu chargés ou aux systèmes avec des espèces tolérantes telles que Tilapia ou le poisson-chat. Cependant, les aérateurs sont également un élément important du RAS commercial où l’utilisation d’oxygène technique coûteux est réduite en aérant de l’eau à faible teneur en oxygène dissous jusqu’au point de saturation avant de sursaturer l’eau avec de l’oxygène technique.

Fig. 3.2 Diagrammes de deux exemples de transfert gaz-liquide : aération diffuse et injecteurs et aspirateurs Venturi

Il existe plusieurs types d’aérateurs et d’oxygénateurs qui peuvent être utilisés dans le RAS et ceux-ci relèvent de deux grandes catégories : les systèmes gaz-liquide et liquide-gaz (Lekang, 2013). Les aérateurs gaz-liquide comprennent principalement des systèmes d’aération diffuse où le gaz (air ou oxygène) est transféré dans l’eau, créant des bulles qui échangent des gaz avec le milieu liquide (fig. 3.2). D’autres systèmes gaz-liquide comprennent le passage de gaz à travers des diffuseurs, des tuyaux perforés ou des plaques perforées pour créer des bulles à l’aide d’injecteurs Venturi qui créent des masses de petites bulles ou des dispositifs qui emprisonnent les bulles de gaz dans le courant d’eau comme le Speece Cone et l’oxygénateur à tube en U.

Fig. 3.3 Diagrammes de deux exemples de transfert liquide-gaz : l’aérateur à colonne emballé et les éclaboussures de surface dans un réservoir fermé. L’aérateur à colonne emballé permet à l’eau de couler dans un récipient fermé, généralement emballé avec des supports structurés, où l’air est forcé à l’aide d’un ventilateur ou d’une soufflante. Les éclaboussures de surface trouvées dans l’aquaculture en étang peuvent également être utilisées dans des atmosphères fermées enrichies en gaz — normalement en oxygène — pour le transfert de gaz

Les aérateurs liquide-gaz sont basés sur la diffusion de l’eau en petites gouttelettes pour augmenter la surface disponible pour le contact avec l’air, ou sur la création d’une atmosphère enrichie avec un mélange de gaz (figure 3.3). L’aérateur à colonne emballée (Colt et Bouck, 1984) et les oxygénateurs à faible tête (LHO) (Wagner et al., 1995) sont des exemples de systèmes liquide-gaz utilisés en recirculation aquacole. Cependant, d’autres systèmes liquide-gaz populaires dans les étangs et les fermes extérieures, comme les aérateurs de roues à aubes (Fast et al., 1999), sont également utilisés dans le RAS.

On dispose d’une documentation considérable sur la théorie de l’échange de gaz et les principes fondamentaux du transfert de gaz dans l’eau, et on encourage le lecteur non seulement à consulter les textes d’ingénierie de l’aquaculture et de l’aquaculture, mais aussi à consulter les matériaux d’ingénierie des procédés et de traitement des eaux usées pour mieux comprendre ces processus.

3.2.2 Ammoniac

Dans un milieu aqueux, l’ammoniac existe sous deux formes : une forme non ionisée (NHsub3/sub) toxique pour les poissons et une forme ionisée (NHsub4/Subsup+/SUP) qui présente une faible toxicité pour les poissons. Ces deux formes forment l’azote ammoniaque total (TAN), dans lequel le rapport entre les deux formes est contrôlé par le pH, la température et la salinité. L’ammoniac s’accumule dans l’eau d’élevage comme produit du métabolisme protéique des poissons (Altinok et Grizzle, 2004) et peut atteindre des concentrations toxiques s’il n’est pas traité. Sur les 35 différents types de poissons d’eau douce qui ont été étudiés, la toxicité aiguë moyenne de l’ammoniac est de 2,79 mg de NH3/L (Randall et Tsui, 2002).

L’ammoniac a été traditionnellement traité dans les systèmes de recirculation avec des biofiltres nitrifiants, des dispositifs conçus pour promouvoir les communautés microbiennes qui peuvent oxyder l’ammoniac en nitrate (NOSub3/sub). Bien que l’utilisation de biofiltres nitrifiants ne soit pas nouvelle, le RAS contemporain a vu une rationalisation des conceptions de biofiltres, avec seulement quelques modèles bien étudiés ayant une large acceptation. D’autres techniques hautement novatrices de traitement de l’ammoniac ont été mises au point au cours des dernières années, mais elles ne sont pas largement appliquées sur le plan commercial (exemples ci-dessous).

L’ammoniac est oxydé dans les biofiltres par les communautés de bactéries nitrifiantes. Les bactéries nitrifiantes sont des organismes chimithotrophes qui comprennent des espèces des genres Nitrosomonas, Nitrosococcus, Nitrospira, Nitrobacter et Nitrococcus (Prosser, 1989). Ces bactéries tirent leur énergie de l’oxydation des composés azotés inorganiques (Mancinelli 1996) et se développent lentement (la réplication se produit 40 fois plus lente que pour les bactéries hétérotrophes). Elles sont donc facilement surcompétitives par les bactéries hétérotrophes si le carbone organique, principalement présent dans les biosolides en suspension dans la culture eau, sont autorisés à s’accumuler (Grady et Lim 1980). Pendant le fonctionnement du RAS, une bonne gestion du système repose dans une large mesure sur la réduction des matières solides en suspension grâce à des techniques adéquates d’élimination des matières solides (figure 3.4).

Les biofiltres nitrifiants ou les biofiltres ont été classés grossièrement en deux catégories principales : la croissance en suspension et les systèmes de croissance attachés (Malone et Pfeiffer, 2006). Dans les systèmes de croissance en suspension, les communautés bactériennes nitrifiantes se développent librement dans l’eau, formant des flocs bactériens qui abritent également de riches écosystèmes où se trouvent des protozoaires, des ciliés, des nématodes et des algues (Manan et al., 2017). Avec un mélange et une aération appropriés, les algues, les bactéries, le zooplancton, les particules d’alimentation et les matières fécales restent en suspension dans la colonne d’eau et se flocculent naturellement ensemble, formant les particules qui donnent leur nom aux systèmes de culture biofloc (Browdy et al., 2012). Le principal inconvénient des systèmes de croissance en suspension est leur tendance à perdre leur biomasse bactérienne à mesure que l’eau de procédé s’écoule hors du réacteur, ce qui nécessite un moyen de capturer et de retourner dans le système. Dans les systèmes de croissance attachés, des formes solides (grains de sable, pierres, éléments en plastique) sont utilisées comme substrats pour retenir les bactéries à l’intérieur du réacteur et, par conséquent, n’ont pas besoin d’une étape de capture des solides post-traitement. Généralement, les systèmes de croissance attachés fournissent plus de surface pour la fixation bactérienne que les systèmes de croissance en suspension, et ne produisent pas de solides significatifs dans leur écoulement, ce qui est l’une des principales raisons pour lesquelles les biofiltres de croissance attachés ont été si couramment utilisés dans le RAS.

Fig. 3.4 Bactéries nitrifiantes Nitrosomonas (à gauche) et Nitrobacter (à droite). (Photo de gauche : Bock et al. 1983. Photo de droite : Murray et Watson 1965)

Des efforts ont été faits pour classer les biofiltres et documenter leur rendement afin d’aider les agriculteurs et les concepteurs à définir des systèmes plus fiables (Drennan et al. 2006 ; Gutierrez-Wing et Malone 2006). Ces dernières années, l’industrie aquacole a opté pour des conceptions de biofiltres qui ont été largement étudiées et peuvent donc offrir des performances prévisibles. Le bioréacteur à lit mobile (Rusten et al. 2006), le bioréacteur à filtre à sable fluidisé (Summerfelt 2006) et le bioréacteur à lit fixe (Emparanza 2009 ; Zhu et Chen 2002) sont des exemples de modèles de biofiltres à croissance attachés qui sont devenus des standards dans le système commercial moderne. Les filtres Trickling (Díaz et al. 2012), un autre design populaire, ont vu leur popularité réduite en raison de leurs exigences de pompage relativement élevées et de leurs tailles relativement grandes.

3.2.3 Biosolides

Les biosolides du RAS proviennent d’aliments pour poissons, de matières fécales et de biofilms (Timmons et Ebeling, 2010) et constituent l’un des paramètres de qualité de l’eau les plus critiques et les plus difficiles à contrôler. Comme les biosolides servent de substrat à la croissance bactérienne hétérotrophe, une augmentation de leur concentration pourrait éventuellement entraîner une augmentation de la consommation d’oxygène, une mauvaise performance des biofiltres (Michaud et al., 2006), une augmentation de la turbidité de l’eau et même un blocage mécanique de certaines parties du système (Becke et al., 2016 ; Chen et al. 1994 ; Couturier et al. 2009).

Dans le RAS, les biosolides sont généralement classés en fonction de leur taille et de leur capacité d’élimination par certaines techniques. De la fraction totale des solides produites dans un RAS, les solides décantables sont généralement plus grands que 100 μm et qui peuvent être éliminés par séparation par gravité. Les solides en suspension, dont la taille varie de 100 μm à 30 μm, sont ceux qui ne se déposent pas en suspension, mais qui peuvent être éliminés par des moyens mécaniques (c’est-à-dire par tamisage). Les solides fins, dont la taille est inférieure à 30 μm, sont généralement ceux qui ne peuvent pas être éliminés par tamisage et doivent être contrôlés par d’autres moyens tels que des procédés physico-chimiques, des procédés de filtration membranaire, de dilution ou de bioclarification (Chen et al., 1994 ; Lee, 2014 ; Summerfelt et Hochheimer, 1997 ; Timmons et Ebeling, 1997 ; 2010 ; Wold et coll. 2014). Les techniques de contrôle des solides décantables et en suspension sont bien connues et développées, et une documentation abondante existe sur le sujet. Par exemple, l’utilisation de réservoirs à double drain, de séparateurs à tourbillons, de séparateurs d’écoulement radial et de bassins de décantation est un moyen populaire de contrôler les solides décantables (Couturier et al., 2009 ; Davidson et Summerfelt, 2004 ; De Carvalho et al., 2013 ; Ebeling et al., 2006 ; Veerapen et al., 2005). Les filtres à microécran sont la méthode la plus populaire pour contrôler les solides en suspension (Dolan et al., 2013 ; Fernandes et al., 2015) et sont souvent utilisés dans l’industrie pour contrôler les solides décantables et en suspension à l’aide d’une seule technique. D’autres dispositifs de capture de solides populaires sont les filtres de profondeur tels que les filtres à billes (Cripps et Bergheim 2000) et les filtres à sable rapides, qui sont également populaires dans les applications de piscine. De plus, des directives de conception visant à prévenir l’accumulation de solides dans les réservoirs, les tuyauteries, les puisards et d’autres composants du système sont également disponibles dans la littérature (Davidson et Summerfelt 2004 ; Lekang 2013 ; Wong et Piedrahita 2000). Enfin, les solides fins du RAS sont couramment traités par ozonation, bioclarification, fractionnement de mousse ou une combinaison de ces techniques. Au cours des dernières années, l’élaboration du RAS a porté sur une meilleure compréhension de la façon de contrôler la fraction de solides fins et de comprendre son effet sur le bien-être des poissons et le rendement du système.

# 3.2.4 Dioxyde de carbone (COSub2/Sub)

Dans le RAS, le contrôle des gaz dissous ne s’arrête pas à fournir de l’oxygène aux poissons. D’autres gaz dissous dans l’eau d’élevage peuvent nuire au bien-être des poissons s’ils ne sont pas contrôlés. Les concentrations élevées de dioxyde de carbone dissous (COSub2/sub) dans l’eau inhibent la diffusion du COSub2/sub dans le sang des poissons. Chez les poissons, l’augmentation du COsub2/sub dans le sang réduit le pH du sang et, à son tour, l’affinité de l’hémoglobine pour l’oxygène (Noga, 2010). Des concentrations élevées de COsub2/sous ont également été associées à la néphrocalcinose, aux granulomes systémiques et aux dépôts calcaires dans les organes des salmonidés (Noga, 2010). Le COsub2/sub dans le RAS est un produit de la respiration hétérotrophe par les poissons et les bactéries. En tant que gaz hautement soluble, le dioxyde de carbone n’atteint pas l’équilibre atmosphérique aussi facilement que l’oxygène ou l’azote et, par conséquent, il doit être mis en contact avec des volumes élevés d’air à faible concentration de COSub2/sub pour assurer un transfert hors de l’eau (Summerfelt 2003). En règle générale, les RAS qui sont alimentés en oxygène pur nécessiteront une forme quelconque de décapage au dioxyde de carbone, tandis que les RAS qui sont alimentés en aération pour la supplémentation en oxygène ne nécessiteront pas de décapage actif COSub2/sub (Eshchar et al., 2003 ; Loyless et Malone, 1998).

En théorie, tout dispositif de transfert ou d’aération de gaz ouvert à l’atmosphère offrira une certaine forme de décapage COSub2/Sub. Cependant, les dispositifs spécialisés de décapage du dioxyde de carbone exigent que de grands volumes d’air soient mis en contact avec l’eau de procédé. Les conceptions de décapants COSub2/Sub se sont surtout concentrées sur les dispositifs de type cascade tels que les aérateurs en cascade, les biofiltres et, plus important encore, l’aérateur à colonne emballée (Colt et Bouck 1984 ; Moran 2010 ; Summerfelt 2003), qui est devenu un équipement standard dans le RAS commercial fonctionnant avec de l’oxygène pur. Bien que le développement de la technologie d’aération des colonnes emballées ait progressé au cours des dernières années, la plupart des recherches effectuées sur cet appareil ont porté sur la compréhension de son rendement dans différentes conditions (c.-à-d. eau douce par rapport à eau de mer) et les variations de conception telles que la hauteur, les types d’emballage et les taux de ventilation . On sait que l’effet du débit de charge hydraulique (débit unitaire par unité de surface du dégazeur) a un effet sur l’efficacité d’un dégazeur, mais des recherches plus poussées sont nécessaires pour mieux comprendre ce paramètre de conception.

# 3.2.5 Pression totale du gaz (TGP)

La pression totale des gaz (TGP) est définie comme la somme des pressions partielles de tous les gaz dissous dans une solution aqueuse. Moins un gaz est soluble, plus il occupe de « place » dans la solution aqueuse et, par conséquent, plus il y exerce de pression. Parmi les principaux gaz atmosphériques (azote, oxygène et dioxyde de carbone), l’azote est le moins soluble (par exemple 2,3 fois moins soluble que l’oxygène et plus de 90 fois moins soluble que le dioxyde de carbone). Ainsi, l’azote contribue à la pression totale du gaz plus que tout autre gaz, mais n’est pas consommé par les poissons ou les bactéries hétérotrophes, de sorte qu’il s’accumule dans l’eau à moins qu’il ne soit décapé. Il est également important de noter que l’oxygène contribuera également à un taux élevé de TGP si le processus de transfert de gaz ne permet pas de déplacer les gaz excédentaires hors de la solution. Un exemple classique de cela sont les étangs avec une activité photoautotrophique en eux. Les photoautotrophes (généralement des organismes végétaux qui effectuent la photosynthèse) libèrent de l’oxygène dans l’eau tandis qu’une surface d’eau calme peut ne pas fournir suffisamment d’échange gazeux pour que l’excès de gaz s’échappe dans l’atmosphère et, par conséquent, une sursaturation peut se produire.

Les poissons ont besoin de pressions totales de gaz égales à la pression atmosphérique. Si les poissons respirent de l’eau avec une pression de gaz totale élevée, l’excès de gaz (généralement de l’azote) sort de la circulation sanguine et forme des bulles, ce qui entraîne souvent de graves effets sur la santé des poissons (Noga, 2010). En aquaculture, c’est ce qu’on appelle la maladie des bulles de gaz.

Pour éviter un TGP élevé, il faut examiner attentivement toutes les zones du SAR où le transfert de gaz peut se produire. L’injection d’oxygène à haute pression sans dégazage (permettant le déplacement de l’excès d’azote hors de l’eau) peut également contribuer à un taux élevé de TGP. Dans les systèmes de poissons très sensibles au TGP, l’utilisation de dégazeurs sous vide est une option (Colt et Bouck 1984). Cependant, maintenir un RAS exempt de zones de pressurisation non contrôlée des gaz, en utilisant des décapants au dioxyde de carbone (qui dépouilleront également l’azote) et en dosant l’oxygène technique avec soin, est suffisant pour maintenir le TGP à des niveaux sûrs dans les RAS commerciaux.

3.2.6 Nitrate

Le nitrate (NOSub3/sub) est le produit final de la nitrification et est généralement le dernier paramètre à contrôler dans la RAS, en raison de sa toxicité relativement faible (Davidson et al., 2014 ; Schroeder et al., 2011 ; van Rijn, 2013). Cela est principalement attribuable à sa faible perméabilité à la membrane branchiale des poissons (Camargo et Alonso, 2006). L’action toxique du nitrate est similaire à celle du nitrite, affectant la capacité des molécules porteuses d’oxygène. Le contrôle des concentrations de nitrates dans le RAS a traditionnellement été obtenu par dilution, en contrôlant efficacement le temps de rétention hydraulique ou le taux de change quotidien. Cependant, le contrôle biologique des nitrates à l’aide de réacteurs de dénitrification est un domaine de recherche et de développement croissant dans le RAS.

La tolérance au nitrate peut varier selon les espèces aquatiques et le stade vital, la salinité ayant un effet d’amélioration sur sa toxicité. Il est important que les opérateurs SAR comprennent les effets chroniques de l’exposition au nitrate plutôt que les effets aigus, car les concentrations aiguës ne seront probablement pas atteintes pendant le fonctionnement normal du SRA.

3.2.7 Alcalinité

L’alcalinité est, en termes généraux, définie comme la capacité tampon du pH de l’eau (Timmons et Ebeling, 2010). Le contrôle de l’alcalinité dans le RAS est important car la nitrification est un processus de formation d’acide qui la détruit. En outre, les bactéries nitrifiantes nécessitent un apport constant d’alcalinité. Une faible alcalinité dans le RAS entraînera des sauts de pH et un dysfonctionnement du biofiltre nitrifiant (Summerfelt et al., 2015 ; Colt, 2006). L’addition d’alcalinité dans le RAS sera déterminée par l’activité de nitrification dans les systèmes, qui est à son tour liée à l’ajout d’aliments, par la teneur en alcalinité de l’eau de maquillage (échange quotidien) et par la présence d’une activité dénitrifiante, qui rétablit l’alcalinité (van Rijn et al. 2006).