Les micro-organismes sont présents dans l’ensemble du système aquaponique et jouent un rôle clé dans le système. Ils se trouvent donc dans le poisson, la filtration (mécanique et biologique) et les parties de la culture. Généralement, la caractérisation du microbiote (c’est-à-dire des micro-organismes d’un environnement particulier) est effectuée sur l’eau en circulation, le périphyton, les plantes (rhizosphère, phyllosphère et surface des fruits), les biofiltres, les aliments pour poissons, l’intestin et les excréments de poissons. Jusqu’à présent, en aquaponie, la plupart des recherches microbiennes se sont concentrées sur les bactéries nitrifiantes (Schmautz et al., 2017). Ainsi, la tendance actuelle est de caractériser les micro-organismes dans tous les compartiments du système à l’aide de technologies modernes de séquençage. Schmautz et coll. (2017) ont identifié la composition microbienne dans différentes parties du système, tandis que Munguia-Fragozo et coll. (2015) donnent des perspectives sur la façon de caractériser le microbiote aquaponique d’un point de vue taxonomique et fonctionnel en utilisant des technologies de pointe. Dans les sous-sections suivantes, l’accent sera mis uniquement sur les micro-organismes qui interagissent avec les plantes dans des systèmes aquaponiques organisés en micro-organismes bénéfiques pour les plantes et pathogènes pour les plantes.

14.2.1 Les agents pathogènes des végétaux

Les pathogènes végétaux présents dans les systèmes aquaponiques sont théoriquement ceux que l’on trouve couramment dans les systèmes sans sol. Une spécificité de la culture végétale aquaponique et hydroponique est la présence continue d’eau dans le système. Cet environnement humide/aquatique convient à presque tous les champignons ou bactéries pathogènes des plantes. Pour les pathogènes racinaires, certains sont particulièrement bien adaptés à ces conditions, comme les pseudo-champignons appartenant aux taxons d’Oomycètes (par exemple les maladies de pourriture racinaire causées par Pythium spp. et Phytophthora spp.) qui sont capables de produire une forme motile de dissémination appelée zoospores. Ces zoospores sont capables de se déplacer activement dans l’eau liquide et sont donc capables de se propager sur l’ensemble du système très rapidement. Une fois qu’une plante est infectée, la maladie peut rapidement propager le système, surtout en raison de la recirculation de l’eau (Jarvis, 1992 ; Hong et Moorman, 2005 ; Sutton et al., 2006 ; Postma et al., 2008 ; Vallance et al., 2010 ; Rakocy, 2012 ; Rosberg, 2014 ; Somerville et al., 2014). Bien que les oomycètes soient parmi les agents pathogènes les plus répandus détectés au cours des maladies racinaires, ils forment souvent un complexe avec d’autres agents pathogènes. Certaines espèces de Fusarium (avec l’existence d’espèces bien adaptées au milieu aquatique) ou des genres Colletotrichum, Rhizoctonia et Thielaviopsis font partie de ces complexes et peuvent également causer des dommages importants à eux seuls (Paulitz et Bélanger 2001 ; Hong et Moorman 2005 ; Postma et al. 2008 ; Vallance et al. 2010). D’autres genres fongiques comme Verticillium et Didymella, mais aussi des bactéries telles que Ralstonia, Xanthomonas, Clavibacter, Erwinia et Pseudomonas, ainsi que des virus (par exemple mosaïque de tomate, mosaïque de concombre, virus nécrotique du melon, virus infectieux de la laitue et nécrose et nécrotique de la laitue et nécrose du tabac) peuvent être détectés dans poniques ou l’eau d’irrigation et causer des dommages aux vaisseaux, aux tiges, aux feuilles ou aux fruits (Jarvis, 1992 ; Hong et Moorman, 2005). Cependant, notez que tous les micro-organismes détectés ne sont pas nuisibles ou ne provoquent pas de symptômes dans la culture. Même des espèces du même genre peuvent être nocives ou bénéfiques (par exemple Fusarium, Phoma, Pseudomonas). Les agents pathogènes mentionnés ci-dessus sont principalement des agents pathogènes liés à la recirculation de l’eau, mais peuvent également être identifiés dans les serres. [Section 14.2.2](#142 -microorganismes en aquaponie) montre les résultats de la première enquête internationale sur les maladies des plantes survenant spécifiquement en aquaponie, tandis que Jarvis (1992) et Albajes et al. (2002) donnent une vue plus large des agents pathogènes présents dans les structures en serre.

Dans les systèmes hydroponiques ou aquaponiques, les plantes poussent généralement dans des conditions de serre optimisées pour la production végétale, en particulier pour la production à grande échelle où tous les paramètres environnementaux sont gérés par ordinateur (Albajes et al. 2002 ; Vallance et al. 2010 ; Somerville et al. 2014 ; Parvatha Reddy 2016). Cependant, les conditions optimales de production végétale peuvent également être exploitées par des agents pathogènes végétaux. En fait, ces structures génèrent des conditions chaudes, humides, sans vent et sans pluie qui peuvent encourager les maladies des plantes si elles ne sont pas correctement gérées (ibid.). Pour contrer cette situation, il faut faire des compromis entre les conditions optimales de la plante et la prévention des maladies (ibid.). Dans le microclimat de la serre, une gestion inappropriée du déficit de pression de vapeur peut entraîner la formation d’un film ou d’une goutte d’eau à la surface des plantes. Cela favorise souvent le développement d’agents pathogènes végétaux. De plus, pour maximiser le rendement en hydroponie commerciale, certains autres paramètres (p. ex. densité élevée des plantes, fertilisation élevée, pour prolonger la période de production) peuvent accroître la vulnérabilité des plantes aux maladies (ibid.).

La question est maintenant de savoir par quelle voie l’inoculum initial (c’est-à-dire la première étape d’un cycle épidémiologique) est introduit dans le système. Les différentes étapes du cycle épidémiologique des maladies des plantes (ePC) sont représentées à la figure 14.1. En aquaponie, comme en culture hydroponique en serre, on peut considérer que l’entrée d’agents pathogènes pourrait être liée à l’approvisionnement en eau, à l’introduction de plantes ou de graines infectées, au matériel de croissance (par exemple réutilisation du milieu), à l’échange d’air (transport de poussières et de particules), aux insectes (vecteurs de maladies et transport de particules) ) et le personnel (outils et vêtements) (Paulitz et Bélanger 2001 ; Albajes et al. 2002 ; Hong et Moorman 2005 ; Sutton et al. 2006 ; Parvatha Reddy 2016).

img src= » https://cdn.farmhub.ag/thumbnails/2a6cd3eb-6917-49d2-97ba-36e508ee48b0.jpg “style=“zoom : 50% ; »/

Fig. 14.1 Étapes de base (1 à 6) dans le cycle épidémiologique de la maladie végétale (ePC) selon Lepoivre (2003). (1) Arrivée de l’inoculum pathogène, (2) contact avec la plante hôte, (3) pénétration des tissus et processus d’infection par le pathogène, (4) développement des symptômes, (5) tissus végétaux qui deviennent infectieuse, (6) libération et propagation de la forme infectieuse de dispersion

Une fois que l’inoculum est en contact avec la plante (étape 2 de l’ePC), plusieurs cas d’infection (étape 3 de l’ePC) sont possibles (Lepoivre 2003) :

• La relation pathogène-plante est incompatible (relation non-hôte) et la maladie ne se développe pas.

• Il y a une relation hôte mais la plante ne présente pas de symptômes (la plante est tolérante).

• Le pathogène et la plante sont compatibles mais la réponse de défense est suffisamment forte pour inhiber la progression de la maladie (la plante est résistante : interaction entre le gène de résistance de l’hôte et le gène d’avirulence pathogène).

• La plante est sensible (relation hôte sans gène pour la reconnaissance des gènes), et l’agent pathogène infecte la plante, mais les symptômes ne sont pas très graves (étape 4 de l’ePC).

• Enfin, la plante est sensible et les symptômes de la maladie sont visibles et sévères (étape 4 de la CBE).

Peu importe le degré de résistance, certaines conditions ou certains facteurs environnementaux peuvent influer sur la susceptibilité d’une plante à être infectée, soit par un affaiblissement de la plante, soit par la promotion de la croissance de l’agent pathogène végétal (Colhoun, 1973 ; Jarvis, 1992 ; Cherif et al., 1997 ; Alhussaen, 2006 ; Somerville et al., 2014). Les principaux facteurs environnementaux qui influencent les pathogènes végétaux et le développement de maladies sont la température, l’humidité relative (HR) et la lumière (ibid.). En hydroponique, la température et les concentrations d’oxygène dans la solution nutritive peuvent constituer des facteurs supplémentaires (Cherif et al., 1997 ; Alhussaen, 2006 ; Somerville et al., 2014). Chaque agent pathogène a sa propre préférence en ce qui concerne les conditions environnementales qui peuvent varier au cours de son cycle épidémiologique. Mais d’une manière générale, l’humidité et la température élevées sont favorables à la réalisation d’étapes clés du cycle épidémique de l’agent pathogène, comme la production de spores ou la germination des spores (figure 14.1, étape 5 de l’ePC) (Colhoun, 1973 ; Jarvis, 1992 ; Cherif et al., 1997 ; Alhussaen, 2006 ; Somerville et al., 2014). Colhoun (1973) résume les effets des divers facteurs favorisant les maladies des plantes dans le sol, tandis que le tableau 14.1 montre les facteurs plus spécifiques ou additionnels qui peuvent favoriser le développement d’agents pathogènes végétaux liés aux conditions aquaponiques en serre.

Dans le cycle épidémiologique, une fois que le stade infectieux est atteint (étape 5 de la CBE), les agents pathogènes peuvent se propager de plusieurs façons (figure 14.1, étape 6 de la CBE) et infecter d’autres plantes. Comme nous l’avons expliqué précédemment, les pathogènes racinaires appartenant aux taxons d’Oomycètes peuvent se propager activement dans l’eau en recirculation par la libération de zoospores (Alhussaen 2006 ; Sutton et al., 2006). Dans le cas d’autres champignons, bactéries et virus responsables de maladies racinaires ou aériennes, la dispersion de l’agent causal peut se produire par la propagation de matériel infecté, de blessures mécaniques, d’outils infectés, de vecteurs (p. ex. insectes) et de particules (p. ex. spores et propagules) éjection ou transport autorisé par la sécheresse, les courants d’air ou éclaboussures d’eau (Albajes et al., 2002 ; Lepoivre, 2003).

14.2.2 Enquête sur les maladies des plantes aquaponiques

En janvier 2018, la première enquête internationale sur les maladies des plantes a été réalisée auprès des praticiens de l’aquaponie membres du COST FA1305, de l’American Aquaponics Association et de l’EU Aquaponics Hub. Vingt-huit réponses étaient

Tableau 14.1 Ajout de facteurs favorisant le développement d’agents pathogènes végétaux sous la structure aquaponique en serre par rapport à la culture classique en serre

table thead tr class=“en-tête » ThPromoting Facteur/th e Profiter à /th e Causes /th e Références /th /tr /thead tbody tr class=“impair » TDTechniques de film nutritif (NFT), Techniques de flux profond (DFT) /td td IPythium/I spp. , Ifusarium/I spp. /td td Facile à répandre par l’eau recirculation ; possibilité de post-contamination après une étape de désinfection ; faible teneur en oxygène dans la solution nutritive /td td Koohakan et coll. (2004) et Vallance et coll. (2010) /td /tr tr class=“même » TDINOrganic (par exemple laine de roche) /td td Contenu plus élevé dans bactéries (aucune information sur leur pathogénicité possible) /td td Composés organiques non disponibles dans les milieux /td td Khalil et Alsanius (2001), Koohakan et coll. (2004), Vallance et coll. (2010) /td /tr tr class=“impair » TDOrganic (par exemple, fibre de coco et tourbe) /td td Teneur plus élevée en champignons ; teneur plus élevée en Fusarium spp. pour la noix de coco fibre /td td Composés organiques disponibles dans les milieux /td td Koohakan et coll. (2004), Khalil et coll. (2009) et Vallance et coll. (2010) /td /tr tr class=“même » TDMedia à haute teneur en eau et faible teneur en oxygène (par exemple laine de roche) /td td IPythium/I spp. /td td Mobilité des zoospores ; stress végétal /td td Van Der Gaag et Wever (2005), Vallance et al. (2010), et Khalil et Alsanius (2011) /td /tr tr class=“impair » TDMedia permettant peu de mouvement de l’eau (par exemple laine de roche) /td td IPythium/I spp. /td td Meilleure condition pour la dispersion des zoospores et le mouvement des chimiotaxis ; aucune perte de flagelles de zoospores /td td Sutton et coll. (2006) /td /tr tr class=“même » TDHaute température et faible concentration d’OD dans le solution nutritive/td td IPythium/I spp. /td td Condition optimale pour la croissance de l’IPythium/I /td td Cherif et coll. (1997), Sutton et coll. (2006), Vallance et coll. (2010) et Rosberg (2014) /td /tr tr class=“impair » TDDensité élevée des plantes hôtes et microclimat résultant/td td Croissance des agents pathogènes ; propagation des maladies /td td Chaud et humide environnement /td td Albajes et coll. (2002) et Somerville et coll. (2014) /td /tr tr class=“même » TDCarences, excès ou déséquilibre des macro/ micronutriments /td td Champignons, virus et bactéries /td td Modifications physiologiques de la plante (p. ex. action sur la réponse de la défense, la transpiration, l’intégrité des parois cellulaires) ; modifications morphologiques de la plante (p. ex. plus grande sensibilité aux agents pathogènes, attirance des organismes nuisibles) ; ressources en éléments nutritifs dans les tissus de l’hôte pour les agents pathogènes ; action directe sur le cycle de développement des agents pathogènes /td td Colhoun (1973), Snoeijers et Alejandro (2000), Mitchell et coll. (2003), Dordas (2008), Veresoglou et coll. (2013), Somerville et coll. (2014), et Geary et coll. (2015) /td /tr /tbody /table

reçu décrivant 32 systèmes aquaponiques du monde entier (UE, 21 ; Amérique du Nord, 5 ; Amérique du Sud, 1 ; Afrique, 4 ; Asie, 1). La première constatation a été le faible taux de réponse. Parmi les explications possibles de la réticence à répondre au questionnaire, mentionnons le fait que les praticiens ne se sentaient pas en mesure de communiquer au sujet des agents pathogènes végétaux en raison d’un manque de connaissances sur ce sujet. Cela avait déjà été observé dans les enquêtes de Love et al. (2015) et de Villarroel et al. (2016). Les principaux renseignements obtenus dans le cadre de l’enquête sont les suivants :

• 84,4 % des praticiens observent des maladies dans leur système.

• 78,1 % ne peut pas identifier l’agent causal d’une maladie.

• 34,4 % n’appliquent pas de mesures de lutte contre la maladie.

• 34,4 % utilisent un traitement physique ou chimique de l’eau.

• 6,2 % utilisent des pesticides ou des biopesticides dans le système aquaponique couplé contre les pathogènes végétaux.

Ces résultats appuient les arguments précédents selon lesquels les plantes aquaponiques ont des maladies. Pourtant, les praticiens souffrent d’un manque de connaissances sur les agents pathogènes des plantes et les mesures de lutte contre les maladies réellement utilisées reposent essentiellement sur des actions non curatives (90,5 % des cas).

Dans le cadre de l’enquête, une liste des agents pathogènes végétaux présents dans leur système aquaponique a été fournie. Le tableau 14.2 présente les résultats de cette identification. Pour remédier au manque d’expertise du praticien en matière de diagnostic des maladies des plantes, une deuxième version de l’enquête a été

Tableau 14.2 Résultats des premières identifications d’agents pathogènes végétaux dans l’aquaponie à partir de l’analyse de l’enquête internationale de 2018 et de la littérature existante

table thead tr class=“en-tête » ThPlant Hôte/e e Agent pathogène végétal /th e Références ou résultats de l’enquête /th /tr /thead tbody tr class=“impair » TDallium schoenoprasu/td td Pythium sp.sup (b) /sup /td td Enquête /td /tr tr class=“même » TDbêta vulgaris (blette) /td td Erysiphe betaesup (a) /sup /td td Sondage /td /tr tr class=“impair » TDcucumis sativus/td td Podosphaera xanthiisup (a) /sup /td td Sondage /td /tr tr class=“même » TDFragaria spp. /td td Botrytis cinereasup (a) /sup /td td Sondage /td /tr tr class=“impair » TDLActuca sativa/td td Botrytis cinereasup (a) /sup /td td Sondage /td /tr tr class=“même » td/td td Bremia lactucaesup (a) /sup /td td Sondage /td /tr tr class=“impair » td/td td Fusarium sp.sup (b) /sup /td td Sondage /td /tr tr class=“même » td/td td Pythium dissotocumsup (b) /sup /td td Rakocy (2012) /td /tr tr class=“impair » td/td td Pythium myriotylumsup (b) /sup /td td Rakocy (2012) /td /tr tr class=“même » td/td td Sclerotinia sp.sup (a) /sup /td td Sondage /td /tr tr class=“impair » TDmentha spp. /td td Pythium sp.sup (b) /sup /td td Sondage /td /tr tr class=“même » TDNasturtium officinale/td td Aspergillus sp.sup (a) /sup /td td Sondage /td /tr tr class=“impair » Tdocimum basilicum/td td Alternaria sp.sup (a) /sup /td td Sondage /td /tr tr class=“même » td/td td Botrytis cinereasup (a) /sup /td td Sondage /td /tr tr class=“impair » td/td td Pythium sp.sup (b) /sup /td td Sondage /td /tr tr class=“même » td/td td Sclerotinia sp.sup (a) /sup /td td Sondage /td /tr tr class=“impair » TDpisum sativum/td td Erysiphe pisisup (a) /sup /td td Sondage /td /tr tr class=“même » TDSolanum lycopersicum/td td Pseudomononas solanacearumsup (a) /sup /td td McMurty et coll. (1990) /td /tr tr class=“impair » td/td td Phytophthora infestanssup (a) /sup /td td Sondage /td /tr /tbody /table

Les agents pathogènes végétaux identifiés par des symptômes dans la partie aérienne de la plante sont annotés par (a) et (b) dans la partie racine dans l’exposant envoyé dans le but d’identifier les symptômes sans lien entre le nom de la maladie (tableau 14.3). Le tableau 14.2 identifie principalement les maladies présentant des symptômes spécifiques, c’est-à-dire les symptômes qui peuvent être directement liés à un agent pathogène végétal. C’est le cas de Botrytis cinerea et de sa moisissure grise typique, l’oïdium (Erysiphe et Podosphaera genera dans le tableau) et son mycélium/conidies blanches poudrées, et enfin Sclerotinia spp. et sa production de sclérotes. La présence de 3 phytopathologistes dans les répondants à l’enquête élargit la liste, avec l’identification de certains pathogènes racinaires (p. ex. Pythium spp.). Les symptômes généraux qui ne sont pas suffisamment spécifiques pour être directement liés à un agent pathogène sans autre vérification (voir le diagnostic dans [Sect. 14.3](/community/articles/14-3-protecting-plants-from pathogens-in-aquaponics)) sont donc présentés au tableau 14.3. Mais il est important de souligner que la plupart des symptômes observés dans ce tableau pourraient également être la conséquence de stress abiotique. La chlorose foliaire est l’un des exemples les plus explicites car elle peut être reliée à un grand nombre d’agents pathogènes (p. ex. pour les laitues : Pythium spp., Bremia lactucae, Sclerotinia spp., virus jaune de la betterave), aux conditions environnementales (p. ex. excès de température) et aux carences minérales (azote, magnésium, potassium, calcium, soufre, fer, cuivre, bore, zinc, molybdène) (Lepoivre 2003 ; Resh 2013).

Tableau 14.3 Examen des symptômes survenant en aquaponie à partir de l’analyse de l’enquête internationale de 2018

table thead tr class=“en-tête » THSymptômes e Espèces de plantes /th /tr /thead tbody tr class=“impair » TDChlorose foliaire/td td Allium schoenoprasum sup1/sup, Amaranthus viridis sup1/sup, Coriandrum sativum sup1/sup, iCumis sativus/i sup1/sup, ioCimum basilicum/i sup6/sup, iLactuca sativa/i sup4/sup, Mentha spp. sup2/sup, iPetroselinum crispum/i sup1/sup, Spinacia oleracea sup2/sup, Isolanum lycopersicum/i sup1/sup, Fragaria spp. sup1/sup /td /tr tr class=“même » TDNécrose foliaire/td td Mentha spp. sup2/sup, ioCimum basilicum/i sup1/sup, /td /tr tr class=“impair » Nécrose de la tige TD/td td Isolanum lycopersicum/i sup1/sup, /td /tr tr class=“même » TDCollar nécrosis/td td IoCimum basilicum/i sup1/sup /td /tr tr class=“impair » TDFoliar Mosaïque/TD td iCumis sativus/i sup1/sup, Mentha spp. sup1/sup, ioCimum basilicum/i sup1/sup, /td /tr tr class=“même » TDFoloration foliaire/td td Brassica oleracea Acephala group sup1/sup, iLactuca sativa/i sup1/sup, Mentha spp. sup1/sup, iCumis sativus/i sup1/sup, ioCimum basilicum/i sup1/sup, Isolanum lycopersicum/i sup1/sup /td /tr tr class=“impair » TDFoliar, tige et col moule/td td Allium schoenoprasum sup1/sup, iCapsicum annuum/i sup1/sup, iCumis sativus/i sup1/sup, iLactuca sativa/i sup2/sup, Mentha spp. sup2/sup, ioCimum basilicum/i sup4/sup, Isolanum lycopersicum/i sup1/sup /td /tr tr class=“même » TDFoliaires/td td iCapsicum annuum/i sup1/sup, iCumis sativus/i sup1/sup, iLactuca sativa/i sup2/sup, Mentha spp. sup1/sup, IoCimum basilicum/i sup5/sup /td /tr tr class=“impair » TDamortissement désactiver/td td Spinacia oleracea sup1/sup, ioCimum basilicum/i sup1/sup, IsolaNum lycopersicum/i sup1/sup, semis en général sup5/sup /td /tr tr class=“même » TDCrinkle/TD td iBeta vulgaris/i (blette) sup1/sup, iCapsicum annuum/i sup1/sup, iLactuca sativa/i sup1/sup, IoCimum basilicum/i sup1/sup /td /tr tr class=“impair » TDBrowning ou en décomposition racine/td td Allium schoenoprasum sup1/sup, Amaranthus viridis sup1/sup, iBeta vulgaris/i (blette) sup1/sup, Coriandrum sativum sup1/sup, iLactuca sativa/i sup1/sup, Mentha spp. sup2/sup, IoCimum basilicum/i sup2/sup, iPetroselinum crispum/i sup2/sup, Isolanum lycopersicum/i sup1/sup, Spinacia oleracea sup1/sup /td /tr /tbody /table

Les nombres dans l’exposant représentent l’apparition du symptôme pour une plante spécifique sur un total de 32 systèmes aquaponiques examinés

14.2.3 Les micro-organismes bénéfiques en aquaponie : les possibilités

Comme il est expliqué dans l’introduction, plusieurs publications se sont concentrées sur les bactéries impliquées dans le cycle de l’azote, tandis que d’autres soulignent déjà la présence potentielle de micro-organismes bénéfiques interagissant avec des pathogènes végétaux et/ou des plantes (Rakocy, 2012 ; Gravel et al., 2015 ; Sirakov et al., 2016). Cette section examine le potentiel des micro-organismes bénéfiques pour les plantes impliqués dans l’aquaponie et leurs modes d’action.

Sirakov et al. (2016) ont criblé les bactéries antagonistes contre Pythium ultimum isolées d’un système aquaponique. Parmi les 964 isolats testés, 86 ont montré un fort effet inhibiteur sur Pythium ultimum in vitro. D’autres recherches doivent être menées pour identifier taxonomiquement ces bactéries et évaluer leur potentiel dans des conditions in vivo. Les auteurs supposent que bon nombre de ces isolats appartiennent au genre Pseudomonas. Schmautz et al. (2017) sont arrivés à la même conclusion en identifiant Pseudomonas spp. dans la rhizosphère de la laitue. Les espèces antagonistes du genre Pseudomonas ont été capables de contrôler les pathogènes végétaux dans les milieux naturels (p. ex. dans les sols suppressifs) alors que cette action est également affectée par les conditions environnementales. Ils peuvent protéger les plantes contre les agents pathogènes de manière active ou passive en suscitant une réponse de défense végétale, en jouant un rôle dans la promotion de la croissance des plantes, en rivalisant avec les agents pathogènes pour l’espace et les nutriments (par exemple, la concurrence du fer par la libération de sidérophores chélateurs du fer) et/ou, enfin, par la production de antibiotiques ou métabolites antifongiques comme les biosurfactants (Arras et Arru 1997 ; Ganeshan et Kumar 2005 ; Haas et Défago 2005 ; Beneduzi et al. 2012 ; Narayanasamy 2013). Bien qu’aucune identification de micro-organismes n’ait été effectuée par Gravel et al. (2015)), ils signalent que les effluents de poissons ont la capacité de stimuler la croissance des plantes, de diminuer la croissance mycéliale de Pythium ultimum et Pythium oxysporum in vitro et de réduire la colonisation de la racine de tomate par ces champignons.

Les informations sur la capacité de protection naturelle des plantes du microbiote aquaponique sont rares, mais le potentiel de cette action de protection peut être envisagé en ce qui concerne différents éléments déjà connus en hydroponie ou en aquaculture recirculée. Une première étude a été menée en 1995 sur l’action suppressive ou la suppressivité favorisée par les micro-organismes en culture sans sol (McPherson et al., 1995). La suppressivité en hydroponie, définie ici par Postma et al. (2008)), a été « renvoyée aux cas où (i) l’agent pathogène ne s’établit pas ou ne persiste pas ; ou (ii) établit mais cause peu ou pas de dommages ». L’action suppressive d’un milieu peut être reliée à l’environnement abiotique (p. ex. pH et matière organique). Toutefois, dans la plupart des cas, il est considéré comme lié directement ou indirectement à l’activité des micro-organismes ou à leurs métabolites (James et Becker 2007). En culture sans sol, la capacité suppressive montrée par la solution aqueuse ou les milieux sans sol est examinée par Postma et al. (2008) et Vallance et al. (2010). Dans ces revues, les micro-organismes responsables de cette action suppressive ne sont pas clairement identifiés. En revanche, des agents pathogènes végétaux comme Phytophthora cryptogea, Pythium spp., Pythium aphanidermatum et Fusarium oxysporum f.sp. radicis-lycopersici contrôlée ou supprimée par le microbiote naturel sont décrites de façon exhaustive. Dans les divers articles examinés par Postma et coll. (2008) et Vallance et coll. (2010), l’implication microbienne dans l’effet suppressif est généralement vérifiée par la destruction du microbiote du substrat sans sol par stérilisation d’abord puis par une réinoculation. Comparativement à un système ouvert sans recirculation, l’activité suppressive dans les systèmes sans sol pourrait s’expliquer par la recirculation de l’eau (McPherson et al., 1995 ; Tu et al., 1999, cité par Postma et al., 2008), ce qui pourrait permettre un meilleur développement et une meilleure propagation de micro-organismes bénéfiques (Vallance et al., 2010) .

Depuis 2010, la suppressivité des systèmes hydroponiques est généralement acceptée et les sujets de recherche ont été davantage axés sur l’isolement et la caractérisation des souches antagonistes en culture sans sol avec des espèces Pseudomonas comme principaux organismes étudiés. S’il a été démontré que les systèmes de culture sans sol peuvent offrir une capacité suppressive, il n’y a pas de démonstration similaire d’une telle activité dans les systèmes aquaponiques. Cependant, rien n’indique empirique que cela ne devrait pas être le cas. Cet optimisme découle des découvertes de Gravel et al. (2015) et de Sirakov et al. (2016) décrites au deuxième paragraphe de cette section. De plus, il a été démontré dans l’hydroponie (Haarhoff et Creasby, 1991 cité par Calvo-bado et al. 2003 ; Van Os et al., 1999) mais aussi dans le traitement de l’eau destinée à la consommation humaine (examiné par Verma et al. 2017) que la filtration lente (décrite dans [Sect. 14.3.1](./14.3-protège-plantes-de-pathogens-en-aquaponics-en-aquaponics.md# 1431-Méthodes de protection non biologiques)) et, plus précisément, la filtration lente du sable peut également agir contre les pathogènes végétaux par une action microbienne suppressive en plus d’autres facteurs physiques. En hydroponique, la filtration lente s’est révélée efficace contre les pathogènes végétaux examinés dans le tableau 14.4. On suppose que l’activité suppressive microbienne dans les filtres est probablement due aux espèces de Bacillus et/ou Pseudomonas (Brand 2001 ; Déniel et al. 2004 ; Renault et al., 2007 ; Renault et al., 2012). Les résultats de Déniel et al. (2004) suggèrent que, en hydroponique, le mode d’action de Pseudomonas et Bacillus repose sur la compétition pour les nutriments et les antibiotiques, respectivement. Cependant, des modes d’action supplémentaires pourraient être présents pour ces deux genres comme cela a déjà été expliqué pour Pseudomonas spp. Les espèces Bacillus peuvent, selon l’environnement, agir soit indirectement par la biostimulation végétale, soit par la stimulation des défenses végétales, soit directement par l’antagonisme par la production de substances antifongiques et/ou antibactériennes. Les enzymes dégradant la paroi cellulaire, les bactériocines et les antibiotiques, lipopeptides (biosurfactants), sont identifiés comme des molécules clés de cette dernière action (Pérez-García et al. 2011 ; Beneduzi et al. 2012 ; Narayanasamy 2013). Tout considéré, le fonctionnement d’un filtre lent n’est pas si différent du fonctionnement de certains biofiltres utilisés en aquaponie. De plus, certaines bactéries hétérotrophes comme Pseudomonas spp. ont déjà été identifiées dans les biofiltres aquaponiques (Schmautz et al., 2017). Ceci est conforme aux résultats d’autres chercheurs qui ont fréquemment détecté Bacillus et/ou Pseudomonas dans des biofiltres RAS (système d’aquaculture recirculé) (Tal et al. 2003 ; Sugita et al. 2005 ; Schreier et al. 2010 ; Munguia-Fragozo et al. 2015 ; Rurangwa et Verdegem 2015). Néanmoins, jusqu’à présent, aucune étude sur la suppressivité possible dans les biofiltres aquaponiques n’a été réalisée.

Tableau 14.4 Examen des agents pathogènes végétaux efficacement éliminés par filtration lente en hydroponie

table thead tr class=“en-tête » THagents pathogènes des plantes/e e Références /th /tr /thead tbody tr class=“impair » TdixAnthomonas campestris/i pv. ipelargonii/TD td Marque (2001) /td /tr tr class=“même » Tdifusarium oxysporum/i/td td Wohanka (1995), Ehret et coll. (1999) cités par Ehret et coll. (2001), van Os et coll. (2001), Déniel et coll. (2004), et Furtner et coll. (2007) /td /tr tr class=“impair » Tdipythium/I spp. /td td Déniel et coll. (2004) /td /tr tr class=“même » Tdipythium aphanidermatum/i/td td Ehret et coll. (1999) cités par Ehret et coll. (2001), et Furtner et coll. (2007) /td /tr tr class=“impair » Tdiphytophthora cinnamomi/i/td td Van Os et coll. (1999), 4 références citées par Ehret et coll. (2001) /td /tr tr class=“même » Tdiphytophthora cryptogea/i/td td Calvo-bado et coll. (2003) /td /tr tr class=“impair » Tdiphytophthora cactorum/i/td td Evenhuis et coll. (2014) /td /tr /tbody /table